Дипломная работа: Параметры функционирования митоКАТФ у животных с различной устойчивостью к гипоксии, а также у крыс, адаптированных к кислородному голоданию
Рисунок 17. А. ДСН-электрофорез
фракций
1 – очищенный
АТФ-чувствительный К+-транспортирующий белок с м.м. 55 кДа, 2 –
молекулярные стандарты массы белков, 3 – суммарный белок МХ. Б. Вестерн-блот
анализ: 1 – очищенный АТФ-чувствительный К+-транспортирующий белок с
м.м. 55 кДа, 2 – суммарный белок МХ.
Показано, что
полученные в работе антитела специфически связываются только с белком с м.м. 55
кДа, и не вязываются ни с одним из массы белков, находящихся в МХ (Рис.19).
Таким образом, в работе были получены специфические поликлональные антитела на
белок с м.м. 55 кДа.
Этим же
методом было установлено, что поликлональные антитела на исследуемый
белок-канал, полученный из МХ печени крысы, не взаимодействует с той же
концентрацией аналогичного белка с м.м. 55 кДа, выделенного тем же методом из
МХ сердца крысы. Данный факт указывает на то, что исследуемый белок с м.м. 55
кДа тканеспецифичен.
Полученные
антитела к АТФ-чувствительному К+-транспортирующему белку с м.м. 55
кДа, выделенному из МХ печени крысы, использовали в качестве ингибитора
АТФ-зависимого транспорта ионов калия в МХ печени крысы. Для этого, полученные
очищенные и концентрированные антитела (иммуноглобулины G (IgG)) кроликов (см.
«Материалы и методы»). Контролем служили очищенные IgG сыворотки крови
Интактных (неиммунизированных) кроликов. Кроме того, в качестве контроля
использовались антитела к белку с м.м. 55 кДа, подвергнутые кипячению в течение
5 минут. Ранее было показано, что такая процедура ведет к потере белком
активности. IgG контрольных животных получали тем же способом, что и IgG
рабочей сыворотки. В ходе выделения и очистки IgG титр антител и сродство к
белку-каналу с м.м. 55 кДа существенно не изменяется. Степень чистоты
выделенных из сыворотки IgG определяли методом ДДС-ПААГ электрофореза [Laemmli,
1979] (см. «Материалы и методы»).
Очищенные
фракции IgG, выделенные из иммунизированных и интактных животных, использовали
для ингибирования АТФ-зависимого выхода ионов К+ из МХ в присутствии
ДНФ, отражающего работу митоКАТФ, и энергозависимого входа ионов К+
в МХ. Все эксперименты проводились при термостатировании (26°С) и постоянном
перемешивании. После 1.5-2 минут преинкубации антител с митохондриями транспорт
ионов К+ индуцировали ДНФ (при исследовании выхода К+ из
МХ К+-селективным электродом) или субстратом дыхания (при
определении энергозависимого входа К+ в МХ). Для повышения
эффективности взаимодействия IgG с внутренней мембраной МХ создавались
гипотонические условия. На рисунке 6 представлена концентрационная зависимость
степени ингибирования выхода ионов К+ из МХ печени крысы в
присутствии разобщителя (ДНФ). Ингибирующий эффект антител наблюдается только в
случае добавления в среду инкубации МХ очищенных интактных IgG к АТФ-зависимому
К+-транспортирующему белку с м.м. 55 кДа, выделенному из печени
крысы. Степень ингибирования зависела от концентрации IgG и времени
преинкубации.
Рисунок 18. Ингибирование
АТФ-зависимого ДНФ-индуцированного выхода К+ из МХ печени крысы
антителами на АТФ-чувствительный К+ белок-канал с м.м. 55 кДа. Кi
= 0.170+0.07 мг IgG/мг белка МХ
Максимальное
ингибирование, наблюдавшееся в данных экспериментах составляло 83%. Константа
полумаксимального ингибирования (Кi) составила 0.170+0.07 мг
IgG/мг белка МХ (Рис. 20).
Антитела к
белку с м.м. 55 кДа, выделенному из МХ печени крысы, ингибируют также
энергозависимый вход ионов К+ (Рис. 21).
Рисунок 19. Ингибирование
энергозависимого входа ионов К+ в МХ печени крысы антителами на
белок с м.м. 55 кДа
Следует
отметить, что IgG контрольной сыворотки и IgG, инактивированные кипячением, не
влияли ни на ДНФ-индуцированный выход калия из МХ, ни на энергозависимый вход
ионов (Таблица 9). Кроме того, антитела, полученные на АТФ-зависимый К+-транспортирующий
белок с м.м. 55 кДа, выделенный из МХ печени крысы, не блокировали
АТФ-чувствительный К+ транспорт в МХ сердца крысы, при использовании
обоих методов исследования (Таблица 9).
Таблица 3. Процент
максимального ингибирования АТФ-зависимого К+ транспорта в МХ печени
и сердца крыс антителами, полученными на белок с м.м. 55 кДа, выделенный из МХ
печени крысы.
Образец |
% максимального ингибирования АТФ-зависимого
входа К+ в МХ, измеренного методом спектрофотометрии
|
% максимального ингибирования
ДНФ-индуцированного выхода К+ из МХ, измеренного с помощью К+-селективного
электрода
|
МХ печени |
68 |
80 |
МХ сердца |
1.5 |
2 |
МХ печени + АТ преимунной сыворотки |
0 |
0 |
МХ сердца + АТ преимунной сыворотки |
0 |
0 |
МХ печени + АТ, инактивированные 5-тиминутным
кипячением |
1 |
1.5 |
В работе
также определяли влияние полученных антител на параметры дыхания МХ. Ни
контрольные IgG, ни IgG, специфические к белку-каналу с м.м. 55 кДа (Рис. 22),
ни инактивированные IgG, не оказывали заметного влияния на дыхание МХ в
присутствии субстрата и АДФ.
Отсутствие
подобного влияния связано, по-видимому, с тем, что в интактных МХ, в которых не
индуцировали транспорт К+, роль данного иона в процессе дыхания
незначительна.
Таким
образом, в работе получены специфические поликлональные антитела на выделенный
из МХ печени крысы белок с м.м. 55 кДа, формирующий при встраивании в БЛМ
АТФ-ингибируемые К+-селективные каналы. Данные антитела блокируют
АТФ-зависимый вход К+ в нативные МХ и ДНФ-индуцированный,
ингибируемый АТФ, выход этого иона из МХ. Следует отметить, что исследуемые
антитела не влияют на другие параметры функционирования МХ, в том числе, на
дыхание. Полученные результаты доказывают, что белок с м.м. 55 кДа
действительно участвует в формировании АТФ-зависимого калиевого канала
внутренней мембраны МХ и, по всей видимости, является его канальной
субъединицей.
Для более
точного доказательства локализации белка с м.м. 57 кДа во внутренней мембране митохондрий
было проведено электронно-микроскопическое исследование срезов тканей печени и
сердца с использованием АТ на белок с м.м. 55 кДа. Идентификации эндогенного
белка-канала и его связывание с АТ проводились с помощью вторичных антител,
меченых коллоидным золотом (диаметр гранул – 10 нм). Как видно из рисунка 21,
такого рода гранулы золота локализуются во внутренней мембране митохондрий как
печени (Рис.21а), так и сердца (Рис.21б), причем в сердце их больше, что
соответствуют данным о большей плотности митоКАТФ каналов в
митохондриях сердца. Локализуются эти каналы ближе к месту контакта внутренней
и внешней мембраны митохондрий, что особенно проявляется с митохондриях сердца (Рис.21б).
Рис.21а. Электронная
микроскопия среза гепатоцита крысы. а - Срезы инкубированы с антителами к
митохондриальному К+-транспортирующему белку. Черные гранулы
(указаны стрелкой) -сайты локализации К+-транспортирующего белка с
м.м. ~ 55 кДа в митохондриях.
Рис.21 б. Митохондрии и
саркоплазматический ретикулум (СР) на срезе кардиомицитов крысы. Срезы
инкубированы с антителами к митохондриальному К+-транспортирующему
белку. Черные гранулы- сайты локализации К+-транспортирующего белка
с м.м. ~ 57 кДа в митохондриях, а также сайты связывания антител с СР.
Такие же
гранулы (Рис.21А) обнаружены и в ретикулюме, особенно в месте его слияния с
мембраной митохондрий, что подтверждает выявленную нами методом
MS-MALDI-TOF/TOF – анализа общность в структуре изучаемого белка с микросомах
кальретикулином (м.м. 55 кДа).
Рис.22. Электронная
микроскопия эндоплазматический ретикулум (ЭР) на срезе гепатоцитов крысы. Срезы
инкубированы с антителами к митохондриальному К+-транспортирующему
белку.
В контрольных
экспериментах, где были использованы только вторичные АТ, гранулы коллоидного
золота не были выявлены. Использование антител к канальной субъединице
цитоплазматического КАТФ канала – KIR6.2 не обнаружило наличия
этого белка-канала в митохондриях (Рис.23, 24).
Рис.23. Электронная
микроскопия среза гепатоцита крысы. Контроль (Первичные антитела заменены
буфером).
Рис.24. Митохондрии и
саркоплазматический ретикулум (СР) на срезе кардиомицитов крысы. б - Контроль
(Первичные антитела заменены буфером)
Т.о.,
полученные результаты показали отсутствие общности в структуре KIR6.2 и изучаемого нами
митохондриального белка-канала.
Приведенные в
настоящей работе данные позволяют подтвердить, высказанное нами ранее
предположение, что белок с м.м. 55 кДа относится к митохондриальной системе
АТФ-зависимого транспорта калия и вместе с известными в литературе
глибенкламид-связывающими белками митохондрий входит, вероятно, в состав митохондриального
АТФ-зависимого калиевого канала, являясь его канальной субъединицей (митоKIR).
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Настоящая
работа посвящена изучению роли митохондриального АТФ-чувствительного калиевого
канала (митоКАТФ) в защите сердца от ишемии, формировании адаптации
животных к гипоксии, а также исследованию структурной организации данного
канала.
В
представленной работе также была изучена роль митоКАТФ канала в
формировании адаптации животных к кислородному голоданию. Для этого
использовали крыс, разделенных на две группы (низкоустойчивые и
высокоустойчивые) по способности выдерживать подъем на высоту в 11500 м. Кроме того, в работе низкоустойчивые животные, были адаптированы к недостатку кислорода
прерывистой нормобарической гипоксической тренировкой.
Показано, что
у высокоустойчивых животных митоКАТФ канал работает эффективнее, а
показатели сопряжения дыхательной цепи были выше, чем у низкоустойчивых.
Адаптация низкоустойчивых животных к гипоксии сопровождается сопряжением
дыхательной цепи и активацией митоКАТФ канала. В то же время,
поскольку набухания, которое, как предполагается, должно следовать за
активацией митоКАТФ, не наблюдается, так как количество калия в
митохондриях, по нашим данным, не увеличивается, а даже снижается, вероятнее
всего, активируется также и система выхода калия из митохондрий (система К+/Н+-обменника).
Задачей
настоящей работы было также выяснение структурной гомологии белка с м.м. 55
кДа, формирующего канальную субъединицу митоКАТФ канала [Mironova et
al., 2004] аминокислотным последовательностям известных белков. Для этого
проводился MS-MALDI-TOF/TOF анализ, с последующей обработкой результатов. Было
показано, что белок с м.м. 55 кДа обладает высокой (54%) степенью структурной и
функциональной гомологии с типичным представителем семейства кальрегулинов.
Полученный
результат вызвал необходимость дополнительного исследования принадлежности
исследуемого белка-канала к семейству митохондриальных белков. Для этого на 55
кДа белок, выделенный из митохондрий печени крысы и формирующий при встраивании
в искусственные мембраны АТФ-чувствительный калиевый канал, были получены
специфические поликлональные антитела. Вестерн-блот анализ с полученными
антителами позволил выявить тканеспецифичность изучаемого белка-канала. Был
также проведен ингибиторный анализ АТФ-зависимого транспорта калия в
митохондриях, результаты которого показали, что АТ на белок из митохондрий
печени крыс ингибировали этот транспорт в митохондриях печени, но не сердца
крыс. При этом они не влияли на показатели сопряженного дыхания митохондрий
печени крыс. Следовательно, белок с м.м. 55 кДа действительно относится к
системе АТФ-чувствительного входа К+ в митохондрии. Для более
точного доказательства локализации белка с м.м. 57 кДа во внутренней мембране митохондрий
было проведено электронно-микроскопическое исследование срезов тканей печени и
сердца с использованием АТ на белок с м.м. 55 кДа. Которое так же подтверждает
высказанное ранее предположение.
1.
Формирование
устойчивости животных к недостатку кислорода, а также адаптация нормобарической
гипоксической тренировкой низкоустойчивых животных сопровождается сопряжением
дыхательной цепи, активацией митоКАТФ канала и К+/Н+
- обменника.
2.
Показано,
что белок с м.м. 55 кДа обладает высокой степенью структурной и функциональной
гомологии с типичным представителем семейства кальрегулинов.
3.
В
работе получены специфические поликлональные антитела на белок с м.м. 55 кДа,
формирующий при встраивании в искусственную мембрану АТФ-ингибируемые К+
каналы. Ингибиторный анализ АТФ-чувствительного калиевого транспорта в
интактных МХ с использованием полученных антител показал, что белок с м.м. 55
кДа относится к системе АТФ-зависимого входа К+ митохондрий.
4.
Электронно-микроскопическое
исследование срезов тканей печени и сердца крысы после их инкубации с АТ на
белок с м.м. 55 кДа, выделенный из внутренней мембраны митохондрий печени
показало его принадлежность к системе митохондриального транспорта калия.
ЛИТЕРАТУРА
гипоксия белок калий
антитело
1.
Баграмян
К., Трчунян А. Особенности структуры и функционирования
формиат-водород-лиазы-фермента смешанного брожения у Escherichia coli. //
Биохимия, 2003, т. 68, № 11, с. 1445-1458.
2.
Баграмян
К.А. Электрохимическое исследование протон-транслоцирующей функции гидрогеназы
3. // Биофизика, 2002, т. 47, № 5. с.847-851.
3.
Баранова
О.В., Скарга Ю.Ю., Негода А.Е., Миронова Г.Д. Ингибтрование адениновыми
нуклеотидами ДНФ-индуцированного транспорта калия в митохондриях. // Биохимия,
2000, т. 65, № 2, с. 262-267.
4.
Брустовецкий
Н.Н., Данилова Л.С., Маевский Е.И., Колаева С.Г. Изменения реакций окислительного
фосфорилирования в митохондриях печени крыс и суслтков при адаптации к холоду и
в состоянии зимней спячки. // Эволюционные аспекты гипобиоза и зимней спячки.
1986, с. 69-72
5.
Долгов
В.В., Райскина М.Е., Антонов В.Ф. Действие адреналина на содержание К+
в митохондриях сердца собаки и зависимость транспорта К+ от дыхания
и окислительного фосфорилирования. // Биофизика, 1974, т. 19, № 6, с 1025-1029.
6.
Зинченко
В.П., Кудзина Л.Ю., Евтодиенко Ю.В., Ким Ю.В. Характеристика К+-
транспортирующей системы митохондрий при интенсивной мышечной нагрузке. //
Биохимия, 1982, т. 47, № 11, с. 1839-1843.
7.
Иванов
К.П. Современная теория терморегуляции и зимняя спячка. // Эволюционные аспекты
гипобиоза и зимней спячки. 1986, с. 49-54.
8.
Киракосян
Г., Баграмян К., Трчунян А. Окислительно-восствновительные процессы и
образование молекулярного водорода бактериями Escherichia coli в
гиперосмотической среде. // Биофизика, 2001, т. 46, № 2, с. 245-250.
9.
Кондрашова
М.Н., Ахмеров Р.Н., Григоренко Е.В., Федотчева Н.И., Миронова Г.Д. Торможение
окисления янтарной кислоты как причина снижения теплопродукции при спячке. //
Эволюционные аспекты гипобиоза и зимней спячки. 1986, с. 55-60.
10.
Кудзина
Л.Ю., Юрков И.С., Полтева Н.А., Евтодиенко Ю.В., Кондрашова М.Н. Влияние
редокс-состояния дыхательной цепи на проницаемость мембраны митохондрий для
ионов калия. // Биохимия. 1981, т.46, с 1807-1814.
11.
Ленский
А.С., Введение в бионеорганическую и биофизическую химию. М.: Высш. Шк., 1985,
152 с.
12.
Мартиросов
С.М., Трчунян А.А. Взаимодействие систем транспорта Н+ и К+
у анаэробно и аэробно выщенных E. сoli. // Биофизика, 1986, т. ХХХI, № 3, с.
464-467.
13.
Мартиросов
С.М., Трчунян А.А. Поглощение К+ у E. Сoli, выращенных в аэробных
условиях. // Биофизика, 1986, т. ХХХI, № 4, с. 626-630.
14.
Маршанский
В.Н., Новгородов С.А., Ягужинский Л.С. Влияние специфических ингибиторов
ферментов дыхательной цепи и АТФ-синтетазы на транспорт ионов в митохондриях,
индуцированный неферментативными перекисными реакциями. // Биофизика, 1983, т.28,
№5, с. 830-834.
15.
Маршанский
В.Н., Ягужинский Л.С. Влияние субстратов АТФ-синтетазы на индукцию процесса
перекисного окисления липидов в митохондриях. //. Биол. мембраны, 1985, т.2, №
11, с. 1081-1086.
16.
Миронова
Г.Д., Григорьев С.М. Скарга Ю.Ю., Негода А.Е., Коломыткин О.В. // .
АТФ-зависимый калиевый канал митохондрий печени крысы. ІІ. Ингибиторный анализ,
кластеризация канала. // Биологические мембраны, 1996 б, т. 13, № 5, с.
537-544.
17.
Миронова
Г.Д., Маслова Г.М., Федотчева Н.И., Миронов Г.П. Участие митохондриальных
систем транспорта в термогенезе теплокровных животных. // В сб. : Эволюционные
аспекты гипобиоза и зимней спячки. Л.: Наука, 1986, с.64-68.
18.
Миронова
Г.Д., Проневич Л.А., Федотчева Н.И.,Сирота Т.В., Трофименко Н.В., Миронов Г.П. Системы
транспорта катионов в митохондриях. // Митохондриальные процессы во временной
организации жизнедеятельности. Пущино, 1978, с. 451-457.
19.
Миронова
Г.Д., Скарга Ю.Ю., Григорьев С.М., Яров-Яровой В.М., Александров А.В.,
Коломыткин О.В. АТФ-зависимый калиевый канал митохондрий печени крысы. І.
Выделение, очистка и реконструкция канала в БЛМ. // Биологические мембраны,
1996 а, т. 13, № 4, с. 396-403.
20.
Миронова
Г.Д., Федотчева Н.И., Макаров П.Р., Проневич Л.А., Миронов Г.П. Белок из
митохондрий сердца быка, индуцирующий канальную калиевую проводимость бислойных
липидных мембран. // Биофизика, 1981, т. 26, с. 451-457.
21.
Миронова
Г.Д., Федотчева Н.И., Скарга Ю.Ю., Кондрашова М.Н. Транспорт калия и дыхание
митохондрий при выходе суслика из состояния зимней спячки. // Механизмы зимней
спячки. Пущино, 1987, с. 39-47.
22.
Миронова
Г.Д., Федотчева Н.И., Скарга Ю.Ю., Копецки Я., Хоуштек И. Сравнительный анализ
термогенных систем митохондрий печени и бурой жировой ткани. // Механизмы
природных гипометаболических состояний. Пущино, 1991, с. 34-43.
23.
Мнацаканян
Н., Захарян Э., Баграмян К., Трчунян А. Дитиол-дисульфидные переходы в
мембранных транспортных белках у Escherichia coli. // Биологические мембраны,
2002, т. 19, № 2, с. 183-192.
24.
Скарга
Ю.Ю., Долгачева Л.П., Федотчева Н.И., Миронова Г.Д. Влияние антител к
митохондриальному К+- транспортирующему белку на транспорт К+
в митохондриях печени крысы. // Укр. биохим. Журн., 1987, т. 59, № 6, с. 54-59.
25.
Смирнова
В.Г., Красных Т.А., Октябрьский О.Н. Роль глутатиона при ответе Escherichia
coli на осмотический шок. // Биохимия, 2001, т. 66, № 9, с. 1195-1201.
26.
Тер-Никогосян
В.А., Трчунян А.А., Мартиросов С.М. Характер поглощения К+ у
анаэробно выращенных S. Typhimurium. // Биофизика, 1986, т. ХХХI, № 5, с.
825-828.
27.
Трчунян
А.А., Дургарьян С.С., Оганджанян Е.С., Тер-Никогосян В.А., Варданян А.Г.,
Оганесян М.И., Петросян Л.С., Ванян П.А., Карагулян Э.А., Мартиросов С.М.
Исследование способности анаэробно выращенных бактерий обменивать 2Н+
клетки на К+ среды и поддерживать высокое распределение К+
между клеткой и средой. // Биологические науки, 1986, №12, с. 82-88.
28.
Трчунян
А., Оганджанян Е.., Саркисян Э., Гонян С., Оганесян А., Оганесян С.
Мембранотропные эффекты электромагнитного излучения крайне высоких частот на
Escherichia coli. // Биофизика, 2001, т.46, № 1, с.69-76.
29.
Федотчева
Н.И. Влияние ГТФ на содержание ионов К+ и окисление субстратов в
митохондриях бурого жира. // Механизмы природных гипометаболических состояний.
Пущино, 1991, с. 43-49.
30.
Федотчева
Н.И., Мирзабеков Т.А., Миронов Г.П., Миронова Г.Д. Изменения транспорта К+
в митохондриях печени сусликов при зимней спячке. // Укр. Биохим. Журн. 1984,
Т. 54, с. 190-193.
31.
Чухлова
Э.А., Кудзина Л.Ю., Евтодиенко Ю.В. Влияние голодания на содержание и транспорт
ионов калия в митохондриях печени крыс. // Укр. биохим. Журн., 1982, т. 54, №
2, с. 190-193.
32.
Шортанова
Т.Х., Шугалей В.С., Головина Т.Н. Особенности регуляции метаболизма у
зимнеспящих. // Эволюционные аспекты гипобиоза и зимней спячки. 1986, с. 40-43.
33.Altshuld R., Hohl Ch., Ansel A., Brierley G.
Compartmentation of K+ in isolated adult rat heart cells. // Arch.
Biochem. Biophys., 1981, v. 209, № 1, pp 175-184.
34.Ammala C.,
Moorhouse A., Gribble F., Ashfield R., Proks P., Smith P.A., Sakura H., Coles
B., Ashcroft F.M. Promiscous coupling between the sulfonylurea receptor and
inwardly rectifying potassium channels. // Nature, 1996, 379:545-548.
35.Bagramyan
K., Mnatsakanyan N., Trchounian A. Formate increases the F0F1-ATPase
activity in Escherichia coli growing on glucose under anaerobic conditions at
slightly alkaline pH. // Biochem. Biophys. Res. Commun., 2003, Jun 27, v.
306(2), p. 361-5.
36.Bernardi P., Azzone G.F. Electroneutral H+-K+
exchange in liver mitochondria. Regulation by membrane potential. // BBA, 1983,
V. 724, pp 212-223.
37.Bogacka K., Nojtczak J. On the mechanism of
mercurial-induced permeability of the mitochondrial membrane to K+.
//FEBS Lett. 1979, V.100, pp 301-304.
38.Brierley G.P., Jurkowitz M., Jung D.W. Osmotic swelling of
heart mitochondria in acetate and chloride salts. Evidence for two pathways for
cation uptake. // Arch. Biochem. Biophys. 1978, V. 190, pp 181-192.
39.Brierley G.P. Monovalent cation transport by heart
mitochondria. // Patology of cell membranes. 1983, №3, p 23-61.
40.Koster JC, Bentle KA, Nichols CG, Ho K. Assembly of ROMK1
(Kir 1.1a) inward rectifier K+ channel subunits involves multiple interaction
sites. // Biophys J., 1998, Apr; 74(4), p 1821-1829.
41.Chavez E., Jung D.W., Brierley G.P. Energy-dependence
exchange of K+ in heart mitochondria. K+ efflux. // Arch.
Biochem. Biophys. 1977, V. 183, pp 460-470.
42.Clement
J.P., Kunjilwar K., Gonzalez G., Schwanstecher M., Panten U., Aguilar-Bryan L.,
Bryan J. Assotiation and stoichiometry of K+-ATP channel subunita.
// Neuron. 1997, v.18, p 827-838.
43.Dascal N,
Schreibmayer W, Lim NF, Wang W, Chavkin C, DiMagno L, Labarca C, Kieffer BL,
Gaveriaux-Ruff C, Trollinger D, et al. Atrial G protein-activated K+
channel: expression cloning and molecular properties. // Proc Natl Acad Sci
USA., 1993, Nov 1; 90(21):10235-9.
44.Diwan J.J., Haley T., Sanadi D.R. Reconstitution of
transmembrane K+- transport with a 53 kilodalton mitochondrial
protein. // Biochem. Biophys. Res. ComMun., 1988, v. 31, p. 224-230.
45.Divan J. J., Tedeschi H. K+ fluxes
mitochondrial membrane potential. // FEBS Lett. 1975, V.60, pp 176-179.
46.Garlid K.D. On the mechanism of regulation of the
mitochondrial K+/H+ exchnger. // J. Biol. Chem. 1980, V.
255, pp 11273-11279.
47.Garlid K.D.,
Paucek P., Korcakova B., Woldegiorgis G. and Mironova G. Differential
regulation of K flux through the reconstituted K-ATP channels from
cardiac mitochondria and sarcolemma. // ATP-sensitive K+ channels and
sulfonylurea receptors. Houston, 1993, p. 81-85.
48.Garlid K.D., Paucek P., Yarov-Yarovoy V., Murrey H.N.,
Darbenzio R.B., D’Alonzo A.J., Lodge N.J., Smith M.A., Grover G.J.
Cardioprotective effect of diazoxide and its interaction with mitochondrial
ATP-sensitive K+ channels. Possible mechanism of cardioprotection.//
Circ. Res., 1997 V 81, pp. 1072-1082.
49.Gomez-Puyou A., Tuena de Gomez-Puyou M. Monovalent cations
in mitochondrial oxidative phosphorilation. // J. Bioenerg. Biomembr., 1977,
v.9, № 1, pp 91-102.
50.Grigoriev,
S.M., Skarga, Y.Y., Mironova, G.D. and Marinov, B.S. Regulation of
mitochondrial KATP channel by redox agents. // Biochim Biophys Acta, 1999, v
1410, p 91-96.
51.Halestrap A.P., Davinson A.M. Inhibition of Ca2+-induced
large-amplitude swelling of liver and heart mitochondria by cyclosporin is
probably caused by the inhibitor binding to mitochondrial-matrix
peptidyl-prolyl cis-trans isomerase and preventing it interacting with the
adenine nucleotide translocase. // Biochem. J., 1990, V. 268, pp 153-160.
52.Halestrap A.P. The regulation of oxidation of fatty acids
and other substrates in rat heart mitochondria by changes in the matrix volume
induced by osmotic strength, valinomycin and Ca2+. // Biochem. J.,
1987, V 244, pp159-164.
53.Ho K. The
ROMK-cystic fibrosis transmembrane conductance regulator connection: new
insights into the relationship between ROMK and cystic fibrosis transmembrane
conductance regulator channels. // Curr Opin Nephrol Hypertens., 1998, Jan;
v.7(1), p 49-58.
54.Inagaki N.,
Gonoi T., Clement J.P., Wang C.Z., Aguilar-Bryan L., Bryan J., Seino S. A
family of sulfonylurea receptor determines the pharmacological properties of
ATP-sensitive K+ channels. // Neuron. 1996, v.16, № 5, p 1011-1017.
55.Inoue I., Nagase H., Kishi K., and Higuti T. ATP-sensitive
K+ channel in the mitochondrial inner membrane. // Nature, 1991, v
352, p. 244-247.
56.Yokoshiki
H., Sunagava M., Seki T., Sperelakis N. ATP-sensitive K+-channels in
pancreatic, cardiac, and vascular smooth muscle cells. //Am. J. Physiol., 1998,
v. 274, p. 25-37.
57.Koster JC, Bentle KA, Nichols CG, Ho K. Assembly of ROMK1
(Kir 1.1a) inward rectifier K+ channel subunits involves multiple interaction
sites. // Biophys J., 1998, Apr; 74(4), p 1821-1829.
58.Kraegeloh A, Amendt B, Kunte HJ. Potassium transport in a
halophilic member of the bacteria domain: identification and characterization
of the K+ uptake systems TrkH and TrkI from Halomonas elongata DSM 2581T. // J.
Bacteriol. 2005, Feb; v. 187, № 3, p 1036-1043.
59.Kubo Y.,
Baldwin T.J, Jan YN, Jan L.Y. Primary structure and functional expression of a
mouse inward rectifier potassium channel. // Nature, 1993, Mar 11, v.
362(6416):107-8.
60.Kubo Y.,
Reuveny E., Slesinger P.A., Jan Y.N., Jan L.Y. Primary structure and functional
expression of a rat G-protein-coupled muscarinic potassium channel. // Nature,
1993, Aug 26, 364(6440): 758-9.
61.Liu Y., Sato T., O`Rourke B, Marban E. Circulation.
Mitochondrial ATP-dependent potassium channels: novel effectors of
cardioprotection? // Circulation, 1998, V. 97, pp. 2463-2469.
62.Mitchell P. Coupling of phosphorylation to electron and
hydrogen transfer by a chemostatic type of mechanism. // Nature. 1961, V.191,
pp 144-148.
63.Mitchell P., Moyle J. Respiration-driven proton
translocation in rat liver mitochondria. // Biochem. J., 1971. V. 105, pp
1147-1162.
64.Mitchell P., Moyle J. Translocation of some anions,
cations and acids in rat liver mitochondria. // Eur. J. Biochem., 1969, V.9, pp
149-155.
65.Paucek P., Mironova G., Mahdi F., Beavis A.D.,
Woldegiorgis G., and Garlid K.D. Reconstitution and partial purification of the
glibenclamide-sensitive, ATP-dependent K+ channel from rat liver and
beef heart mitochondria. // J. Biol. Chem, 1992, v 267, p. 26062-26069.
66.Rhoads D.,
Epstein W. Cation Transport in Escherichia coli. IX. Regulation of K+
transport. // J. of General Physiology, 1978, v. 72, p. 283-295.
67.Rottenberg H. The mechanism of energy-dependence ion
transport in mitochondria. // J. Membr. Biol. 1973, V. 11, pp 117-137.
68.Scarpa A. Transport across mitochondrial membranes. //
Membrane transport in biology. 1979, V. 2, pp 263-355.
69.Shears S.B., Brouk S.R. Ion transport difference in liver
mitochondria from normal and thyroxine-treated rats. // J. Bioenerg. Biomembr.,
1980, v. 12, № 5/6, p 379-393.
70.Shears S.B., Brouk S.R. The influence of thyroxine
administered in vivo on the transmembrane protonic electrochemical potential
difference in rat liver mitochondria. // Biochem. J., 1979, v. 178, № 3, p.
505-507.
71.Tedeschi H. The transport of cations in minochondria. //
BBA. 1981, V.639, p 157-196.
72.Trchounian A, Kobayashi H. Kup is the major K+ uptake system
in Escherichia coli upon hyper-osmotic stress at a low pH. // FEBS Lett, 1999,
v. 447(23), p. 144-148.
73.Trchounian A, Kobayashi H. K+ uptake by
fermenting Escherichia coli cells: pH dependent mode of the TrkA system
operating. // Biosci. Rep., 2000, v. 20, № 4, p. 277-288.
74. Trchounian
A.A., Ogandjanian E.S. An electrochemical study of energy-dependent potassium
accumulation in E. coli. Part XIII. On the interaction of H+-ATPase
complex F0F1 with Trk proteins in anaerobically grown
cells. // Bioelectr. Bioenerg., 1992, v.27, p. 367-372.
|